고정 가능한 생존력 염료

고정 또는 투과 처리 후에도 염색 강도 손실 없이 생세포와 사세포를 구별할 수 있는 형광 성능을 유지합니다.

생존 가능한 Jurkat 세포와 열처리(65°C, 10분)하여 생존 불가능하게 만든 Jurkat 세포를 혼합하여 iQue^® Fixable V/Blue(A), B/Green(B) 또는 R/Red(C) 염색 시약으로 염색했습니다. 염색된 세포는 고정하지 않거나, 3.7% 포름알데히드와 0.1% 사포닌을 함유한 PBS 용액으로 고정 및 투과 처리했습니다. 모든 샘플은 iQue^® HTS 장비를 사용하여 분석했으며, 키트에 포함된 사전 설정 템플릿을 이용하여 게이팅된 단일 피크로부터 히스토그램을 도출했습니다.

세포 사멸로 인한 잠재적 오류를 최소화하면서 세포 표면 및 세포 내 마커 발현을 동시에 분석합니다.

PBMC를 CD3 항체로 코팅된 플레이트에서 10 ng/mL의 인간 재조합 IL-2 존재 하에 2일 동안 배양했습니다. 단백질 수송 억제제인 모넨신(2 µM)을 분석 4시간 전에 세포 배양액에 첨가했습니다. 활성화된 PBMC(20 µL)를 96웰 플레이트의 각 웰에 넣고 iQue^® Fixable Viability (V/Blue) 염색 시약으로 염색한 후, T 세포 표면 마커인 CD3로 염색했습니다. 그런 다음 세포를 Cytofix/Cytoperm 용액(BD Biosciences)으로 고정 및 투과 처리하고, PE 접합 마우스 항인간 IFN-γ 항체로 염색했습니다. iQue^® HTS 장비로 샘플을 분석하고 iQue Forecyt^® 소프트웨어로 데이터를 분석했습니다. A, 모든 세포를 포함하는 게이트. B, 단일 세포를 포함하는 게이트. C. iQue^® Fixable Viability (V/Blue) 염색을 이용한 사멸 세포 제외. D. CD3+ 생세포에서 IFN-γ 발현량 그래프.

단 20µL의 세포만 필요하므로 여러 후속 분석에 활용할 수 있도록 샘플을 보존합니다.

그림 3. 따라하기 쉽고 적은 양(웰당 20µL)을 사용하는 프로토콜로 세포 수와 준비 시간을 절약할 수 있습니다.